Consideraciones microbiológicas y terapéuticas de la infección por Acinetobacter spp.

ESPECIES DE IMPORTANCIA CLÍNICA

Numerosos estudios indican que A. baumannii es la principal especie genómica implicada en brotes de infección nosocomial (15). Sin embargo, pueden participar otras especies, aunque en muchos casos serán contaminantes del medio ambiente. Las especies genómicas 3 y TU13 se han asociado también a infecciones nosocomiales (16) y la especie A. johnsonii se encuentra en casos de bateriemia relacionada con catéter (17).

AISLAMIENTO E IDENTIFICACIÓN

Acinetobacter crece en la mayoría de los medios de cultivo. Para su aislamiento a partir de muestras clínicas contaminadas o de muestras ambientales puede estar recomendado el uso de medios diferenciales o selectivos (18). El medio LAM (Leeds Acinetobacter Medium) ha demostrado ser útil para el aislamiento de Acinetobacter, tanto de muestras clínicas como ambientales (19), al permitir una adecuada diferenciación de especies entre Acinetobacter, Pseudomonas y Stenotrophomonas, que también crecen en el mismo. Hay que considerar la temperatura de cultivo, pues aunque la mayoría de las especies de los grupos 2 (A. baumannii), 3 o TU13 crecen bien a 37 °C, otras especies genómicas crecen sólo a temperaturas más bajas, y se recomienda.

Bouvet y Grimont propusieron en 1986 un esquema de identificación basado en pruebas de asimilación de fuentes de carbono, crecimiento a 37, 41 y 44 °C, oxidación de la glucosa, licuefacción de la gelatina y hemólisis en agar con 5% de sangre (10). Con este método se pudo identificar correctamente el 78% de las 198 cepas analizadas por Gerner- Smidt, siendo difícil la diferenciación de las cepas dentro del complejo A. calcoaceticus-A. baumannii (13).

Entre los métodos comerciales utilizados en la mayoría de los laboratorios se encuentra el sistema API 20NE (BioMerieux), que en su base de datos incluye cinco especies: A. baumannii, A. haemolyticus, A. lwoffii y A. johnsonii- A. jenii. Este sistema presenta problemas de reproducibilidad y sensibilidad (21) y resulta especialmente difícil la identificación dentro del complejo A. calcoaceticus-A. baumannii (16, 22).

El método definitivo para identificar los aislamientos de Acinetobacter es la hibridación DNA-DNA, aunque también se han utilizado métodos basados en la secuenciación de los genes 16S RNAr o el gen gyrB (14). La ribotipificación ha demostrado ser de gran utilidad para identificar los aislamientos de Acinetobacter spp., especialmente para diferenciar las especies del complejo A. calcoaceticus-A. baumannii (23).

Recientemente se han utilizado diferentes métodos basados en la reacción en cadena de la polimerasa (PCR), entre los que destacan el ARDRA, el 16S-23S spacer, el RNAt o el AFLP, debido a que son menos complejos, más rápidos y pueden realizarse en muchos laboratorios clínicos.

El análisis de restricción de un fragmento amplificado del DNA ribosómico (ARDRA, Amplified Ribosomal DNA Restriction Analysis) distingue bien los aislamientos de los grupos de DNA del complejo A. calcoaceticus-A. baumannii; sin embargo, no distingue entre los grupos 8 y 9, los grupos 4 y 7, los 10 y 11 ni los 5 y 17 (24). El estudio del polimorfismo de la región espaciadora entre los genes 16S y 23S (ARNr16S-23S spacer) permite amplificar entre 1 y 3 fragmentos de 390 y 4500 pb por cepa. La mayoría de los aislamientos tienen perfiles característicos. No permite distinguir entre las especies 5 (A. junii), 7 (A. johnsonii) y 10. En los aislamientos del complejo A. calcoaceticus-A. baumannii se amplifica una única banda de entre 975 y 1005 pb y es necesario analizar el fragmento con enzimas de restricción para diferenciar cada genospecie (25, 26).

Otro método utilizado es el polimorfismo de los genes RNAt, mediante el cual se obtienen fragmentos amplificados idénticos o casi idénticos en cada especie. Sin embargo, no diferencia las especies 1, 3 y "entre 1 y 3", las especies 2, 13TU y "parecido a 13TU", las especies 8 y 9, las especies 6, TU15 y BJ17 (27). Con menos frecuencia se han aplicado otros métodos, como la PCR del gen recA o la PCR multiplex. Mediante el método AFLP (Amplified Fragment Length Polymorphism) se diferencian bien las genospecies de Acinetobacter, especialmente las cepas del complejo A. calcoaceticus-A. baumannii, y se demuestra que las genospecies BJ13 y TU14 son similares (28). Este método se ha utilizado preferentemente con fines taxonómicos.

MÉTODOS DE TIPIFICACIÓN

Teniendo en cuenta la diseminación de las cepas de Acinetobacter que se puede producir en el medio hospitalario, especialmente en las UCI, produciendo brotes hospitalarios, es necesario utilizar métodos de tipificación que permitan diferenciar las cepas esporádicas de las implicadas en los brotes, e identificar la fuente y el modo de transmisión.

Se han utilizado numerosos métodos fenotípicos y genotípicos con el fin de identificar aislamientos relacionados dentro de la misma especie; sin embargo, no existe una técnica de tipificación aceptada ni estándar para estudios epidemiológicos de este microorganismo. Se pueden utilizar métodos fenotípicos, como biotipificación, antibiotipificación, serotipificación, fagotipificación, tipificación con bacteriocinas o perfil de proteínas de membrana externa. Entre los métodos genotípicos se han utilizado el perfil de plásmidos, la ribotipificación, la electroforesis en campos pulsados (PFGE) y otros métodos basados en la PCR (29-32).

Los métodos basados en la PCR son rápidos y útiles para diferenciar cepas durante una situación de brote. Se han utilizado PCR con iniciadores arbitrarios y PCR que amplifica para regiones repetidas en el genoma de Acinetobacter, como REP-PCR o ERIC-PCR. La REP-PCR ha demostrado ser muy útil en la clasificación de las cepas dentro de un brote, mientras que al utilizar la ERIC-PCR unos autores encuentran excelentes resultados y otros no tan concluyentes (33-35).

RESISTENCIA ANTIMICROBIANA;

Durante los últimos 20 años se ha observado un importante aumento de resistencia antimicrobiana en Acinetobacter, de manera que las infecciones producidas por estos microorganismos resultan muy difíciles de tratar.

Hasta el principio de los años 1970 las infecciones nosocomiales por Acinetobacter spp. se trataban con éxito mediante gentamicina, minociclina, ácido nalidíxico, ampicilina o carbenicilina, tanto en monoterapia como combinada, pero entre 1971 y 1974 se empezó a notar un incremento de las resistencias. En 1975 muchos aislamientos clínicos de Acinetobacter spp. se hicieron resistentes a los clásicos antimicrobianos más comúnmente utilizados (36), como aminopenicilinas, ureidopenicilinas, cefalosporinas de primera y segunda generación (cefalotina), y de mayor espectro (cefamandol), cefamicinas (cefoxitina), la mayoría de los aminoglucósidos, cloranfenicol y tetraciclinas. Para otros antibióticos, como las cefalosporinas de tercera generación (cefotaxima, ceftazidima), imipenem, tobramicina, amikacina y fluoroquinolonas, existen datos de sensibilidad controvertida, aunque las CMI están aumentando cada vez más. Los carbapenémicos siguen manteniendo una buena actividad in vitro, hasta ahora casi del 100%, y en algunos estudios han permanecido como únicos agentes eficaces junto a las polimixinas. Desafortunadamente, ya se ha documentado la aparición de brotes de aislamientos resistentes a los carbapenémicos en Acinetobacter spp., especialmente en las UCI (37, 38). La resistencia a los carbapenémicos se encuentra más en las cepas identificadas como A. baumannii, mientras que para otras especies del género se han hallado CMI inferiores a 0,3 mg/l. En general, otras especies de Acinetobacter aisladas en el ambiente hospitalario, como A. lwoffii, A. johnsonii y A. junii están menos implicadas en infecciones nosocomiales y son más sensibles a los antibióticos. A. lwoffii es más sensible a los betalactámicos que A. baumannii, y A. haemolyticus es más resistente a los aminoglucósidos y a la rifampicina (4).

Existen diferencias en la sensibilidad antibiótica según los países y entre los hospitales, posiblemente por el distinto uso de los fármacos. En Alemania se habla de una mayor sensibilidad a los aminoglucósidos, a diferencia de la mayoría de los estudios que hablan de resistencia a la gentamicina y la tobramicina de un 50% a 80% (39). En Francia igualmente se ha observado un aumento de la resistencia a las fluoroquinolonas, de un 75% a un 80% en el caso del pefloxacino y otras fluoroquinolonas, cinco años después de la introducción de estos antibióticos (4).

Vila y cols. (40) realizaron en 1993 un estudio de actividad antimicrobiana sobre 54 aislamientos, de los cuales más del 50% fueron resistentes a piperacilina, cefotaxima, ticarcilina y ceftazidima, y obtuvieron los mejores resultados con imipenem (actividad del 100%), amikacina y ofloxacino (72%) y ciprofloxacino (70%).

Según nuestros datos observamos una evolución progresiva de la resistencia a lo largo de los años para antibióticos como ofloxacino, ceftazidima, ticarcilina y piperacilina-tazobactam (41). Si comparamos los resultados de sensibilidad obtenidos más recientemente en nuestro hospital con los de años anteriores podemos observar que son bastante similares, aunque con valores de CMI algo inferiores (42). De la misma forma, en comparación con otros autores encontramos diferencias en la sensibilidad a ceftazidima, frente a la cual observamos un 25% de sensibilidad y otros hospitales un 56% a 85% (39, 43, 44). También hay variaciones en la sensibilidad a la ticarcilina. En nuestro caso encontramos un 24% de sensibilidad a la ticarcilina, frente a los datos de Gómez-Garcés y cols., que hablan de un 33% de sensibilidad; sin embargo, Reina y cols. cuentan con un porcentaje de sensibilidad superior, del 80% (43, 44). Antibióticos como imipenem, meropenem y ampicilina- sulbactam mantienen su actividad (41). En general, la buena actividad de los carbapenémicos frente a Acinetobacter se mantiene y coincide con la de otros estudios de sensibilidad descritos anteriormente (39, 45). Sin embargo, en nuestro hospital actualmente podemos hablar de resistencia a los carbapenémicos, ya que en el último año han aparecido aislamientos resistentes a estos antibióticos (46).

La elevada sensibilidad a ampicilina-sulbactam se mantiene a lo largo de los seis últimos años. Douboyas y cols. estudiaron en 1994 la actividad in vitro de este antimicrobiano frente a cepas de Acinetobacter multirresistentes y encontraron un 70% de sensibilidad. Esto parece deberse a la actividad intrínseca in vitro del sulbactam, que además de ser inhibidor suicida se une a las PBP de estos microorganismos (47). Villar y cols. han demostrado recientemente la actividad bactericida in vitro del sulbactam frente a cepas del complejo A. calcoaceticus-A. baumannii (48).

BETALACTAMASASEN Acinetobacter SPP.

Según Goldstein y cols. (49), las cepas de Acinetobacter son naturalmente resistentes a la mayoría de los betalactámicos, especialmente a ampicilina y cefalosporinas. Sin embargo, en otros estudios anteriores las carboxi y las ureidopenicilinas resultaron activas en un 70% a 80% de las cepas. La actividad de las cefalosporinas de tercera generación fue variable, con gran sensibilidad a ceftazidima (50). El rápido incremento de resistencia a las carboxipenicilinas y en menor grado a las ureidopenicilinas y cefalosporinas de tercera generación llevó a investigar la presencia de enzimas inactivantes. La producción de betalactamasas parece ser uno de los mecanismos implicados en la resistencia de Acinetobacter a los betalactámicos.

Joly-Guillo estudió la producción de betalactamasas en 100 cepas aisladas en Francia desde 1981 a 1986. El 80% fueron positivas, por lo que consideró que el mecanismo de resistencia a los betalactámicos era predominantemente éste. En la mayoría de las cepas (71%) se observó una penicilinasa tipo TEM-1, a la que se atribuía la resistencia a ampicilina, carboxipenicilinas y ureidopenicilinas. En un 9% se observó una penicilinasa CARB-5. La presencia de cefalosporinasas producidas en alto grado se demostró en un 41% de las cepas, presentando muchas de ellas dos betalactamasas simultáneamente (51). Vila y cols., en 1993, detectaron en 54 aislamientos estudiados un 98% de betalactamasas tipo cefalosporinasa, mientras que TEM-1 sólo se halló en un 16% (40).

En el Hospital de la Princesa hemos detectado la producción de betalactamasas en la mayoría de las cepas estudiadas (86,7%) (52).

El carácter y la naturaleza exacta de estas cefalosporinasas no están todavía suficientemente claros. Existe el acuerdo de que estas enzimas pertenecen a la clase I cromosómica y son similares a las producidas por Proteus spp. y Citrobacter spp., según el esquema clasificatorio de Karen-Bush y cols. (53).

Desde 1977, Morohosi y Saito hablan de cefalosporinasas a las que atribuyen la resistencia de Acinetobacter frente a las cefalosporinas (54). En 1996 Perilli analizó más profundamente este tipo de betalactamasas y observó que se trata de un grupo heterogéneo con diferentes propiedades cinéticas comparadas con otras enzimas del grupo I, que requieren aún más estudios para poder llegar a una mejor caracterización (55).

Existe gran controversia en la literatura sobre la expresión inducible o constitutiva de estas enzimas; sin embargo, de una manera o de otra se podría explicar la selección de mutantes hiperproductores que explicarían la elevada resistencia a las cefalosporinas de tercera generación (56, 57).

La contribución de las cefalosporinasas es importante en la expresión de la resistencia a los antibióticos betalactámicos, pero puede ir asociada a otros mecanismos de resistencia, como la baja permeabilidad celular debida a un menor número de porinas y la alteración de las PBP (58).

Además de las cefalosporinasas cromosómicas, que parecen predominar en estas especies, se han descrito las enzimas plasmídicas tipo TEM (TEM-1 y TEM-2) y la carbenicilinasa CARB-5, a las que principalmente se atribuye la resistencia a ampicilina, ureidopenicilinas y piperacilina. La CARB-5 se encontró en el año 1989 en algunos aislamientos de Acinetobacter con alto grado de resistencia a ticarcilina y a otros betalactámicos, pero sensibles a ticarcilina-clavulánico. Esta resistencia se había asociado previamente a las TEM-1, hasta que posteriormente se describió esta enzima y se la consideró como la causa (59).

Joly-Guilló describió en 1990 la posible aparición de una betalactamasa de espectro ampliado en un aislamiento de Acinetobacter spp. también multirresistente, que ocurrió al mismo tiempo que un brote de Klebsiella multirresistente, lo cual hizo suponer la posible transferencia del plásmido de resistencia. Otros estudios más recientes apuntan hacia datos similares (60).

Hay que destacar la aparición de una oxacilinasa (OXA-21), descrita por primera vez por Vila y cols. Esta enzima confiere resistencia principalmente a ureidopenicilinas y está incluida en un integrón exclusivo de especies de A. baumannii (61).

La aparición de cepas resistentes a los carbapenémicos puede plantear serias dificultades a la hora de tratar estas infecciones por Acinetobacter multirresistente. Aunque no hay demasiados casos existen betalactamasas implicadas en la resistencia a los carbapenémicos. En 1985 se describió la primera carbapenemasa, ARI-1, que procedía de una cepa de A. baumannii aislada de un hemocultivo. Los estudios de caracterización demostraron que ARI-1 no es una metaloenzima y sólo causa resistencia a imipenem, penicilinas y cefaloridina, pero no a las cefalosporinas de segunda y tercera generación (62). Posteriormente, en 1995, Scaife y cols. demostraron la localización plasmídica de ARI-1, logrando por primera vez la transferencia a través de plásmidos de la resistencia a imipenem dentro del género Acinetobacter (63). Desde entonces han surgido nuevas betalactamasas que producen resistencia a los carbapenémicos, muchas de ellas aún no bien caracterizadas. En países como Francia, Brasil y Argentina se ha descrito la aparición de diferentes carbapenemasas implicadas en algunos casos en brotes nosocomiales por Acinetobacter multirresistente (64-67). En el Hospital de la Princesa hemos hallado dos tipos diferentes de carbapenemasas. La primera se ha estudiado en tres aislamientos de A. baumannii que presentaba alto grado de resistencia a imipenem y meropenem, y un pI alrededor de 8. La segunda se encontró en una cepa aislada de la UCI, con CMI inferior para los carbapenémicos y con un pI en torno a 6,5. Aún se necesitan más estudios para caracterizar totalmente estas enzimas (46).

ASPECTOS TERAPÉUTICOS

La elevada multirresistencia de Acinetobacter comporta la dificultad de encontrar un fármaco eficaz que cubra las infecciones graves producidas por estos microorganismos, dando lugar en numerosas ocasiones al fracaso terapéutico.

Los betalactámicos como la ceftazidima y el imipenem pueden ser útiles en el tratamiento de estas infecciones. Los aminoglucósidos pueden utilizarse muchas veces con éxito en asociación con un betalactámico eficaz. También se ha propuesto el uso de otras asociaciones, como betalactámicos con fluoroquinolonas o fosfomicina con aminoglucósidos (4).

El uso de aminoglucósidos como amikacina o tobramicina asociados a ceftazidima, imipenem o fosfomicina ha mostrado sinergia in vitro, obteniéndose buenos resultados con la combinación de imipenem y amikacina en aislamientos de Acinetobacter resistentes a ambos fármacos (68). Sin embargo, en estudios aplicados sobre modelos de neumonías experimentales en ratones, la asociación de imipenem y amikacina no mejoró la eficacia de imipenem en monoterapia; asimismo, otros antibióticos como amikacina y doxiciclina utilizados en monoterapia fueron también eficaces, aunque menos que imipenem (69).

La ampicilina/sulbactam mantiene su buena actividad frente a Acinetobacter gracias a la acción bactericida del sulbactam. El propio sulbactam podría ser una alternativa en estas infecciones, aunque hay que tener cuidado con su uso ya que se han descrito algunos caso de resistencia (31).

La rifampicina, que presenta buena actividad in vitro, se ha utilizado asociada a imipenem con gran éxito en las UCI de Francia (70). Estudios sobre modelos experimentales de neumonía en ratones utilizan nuevas combinaciones sinérgicas de rifampicina más inhibidores de betalactamasas, incluyendo sulbactam y ácido clavulánico, especialmente la asociación de rifampicina y sulbactam, que ha logrado el menor porcentaje de mortalidad en los animales incluidos en este estudio (71).

BIBLIOGRAFÍA

1. Baumann, P. Isolation of Acinetobacter from soil and water. J Bacteriol 1968; 96: 39-42.
2. Noble, W.C., Pitcher, D.G. Microbial ecology of the human skin. Adv Microb Ecol 1978; 2: 245-289.
3. Rosenthal, S., Tager, L.B. Prevalence of Gram negative rods in the normal pharyngeal flora. Ann Intern Med 1975; 83: 355-357.
4. Bergogne-Bérézin, E., Towner, K.J. Acinetobacter spp. as nosocomial pathogens: Microbiological, clinical and epidemiological features. Clin Microbiol Rev 1996; 9: 148-165.
5. Dijkshoorn, L., van Dalen, R., van Ooyen, A., Bijl, D., Tjernberg, I., Michel, N.E., Horrevorts, A.M. Endemic Acinetobacter in intensive care unis: Epidemiology and clinical impact. J Clin Pathol 1993; 46: 533-536.
6. Bergogne-Bérézin, E., Joly-Guillou, M.L. Hospital infection with Acinetobacter spp.: An increasing problem. J Hosp Infect 1991; 18 (Suppl. A): 250-255.
7. Lortholary, O., Fagon, J.Y., Buu Hoy, A., Slama, M.A., Pierre, J., Giral, P., Rosenzweig, R., Gutmann, L., Safar, M., Acar, J. Nosocomial acquisition of multiresistant Acinetobacter baumannii: Risk factors and prognosis. Clin Infect Dis 1995; 20: 790-796.
8. Rossau, R., van Landschoot, A., Gillis, M., De Ley, J. Taxonomy of Moraxellaceae fam. nov., a new bacterial family to accommodate the genera Moraxella, Acinetobacter and Psychrobacter and related organisms. Int J Syst Bacteriol 1991; 41: 310-319.
9. Juni, E. Genus II. Acinetobacter. En: Krieg, N.R., Holt, J.G. (Eds.). Bergey's Manual of Systematic Bacteriology, Vol. I. The Williams and Wilkins Co., Baltimore 1984.
10. Bouvet, P.J.M., Grimont, P.A.D. Taxonomy of the genus Acinetobacter with the recognition of Acinetobacter baumannii sp. nov., Acinetobacter haemolyticus sp. nov., Acinetobacter johnsonii sp. nov. and Acinetobacter junii sp. nov. and emended descriptions of Acinetobacter calcoaceticus and Acinetobacter lwoffii. Int J Syst Bacteriol 1986; 36: 228-240.
11. Bouvet, P.J.M., Jeanjean, S. Delineation of new proteolytic genospecies in the genus Acinetobacter. Res Microbiol 1989; 140: 291-299.
12. Tjemberg, I., Ursing, J. Clinical strains of Acinetobacter classified by DNA-DNA hybridization. Acta Pathol Microbiol Immunol Scand 1989; 97: 596-605.
13. Gerner Smidt, P., Tjernberg, I., Ursing, J. Reliability of phenotypic tests for identification of Acinetobacter species. J Clin Microbiol 1991; 29: 277-282.
14. Ibrahim, A., Gerner-Smidt, P., Liesack, W. Phylogenetic relationship of twenty-one DNA groups of the genus Acinetobacter as reveled by 16S ribosomal DNA sequence analysis. Int J Syst Bacteriol 1997; 47: 837-841.
15. Seifert, K., Baginski, R., Schulze, A., Pulverer, G. The distribution of Acinetobacter species in clinical culture materials. Int J Med Microbiol Virol Parasitol Infect Dis 1993; 279: 544-552.
16. Horrevorts, A., Bergman, K., Kollee, L., Breuker, I., Tjernberg, L., Dijkshoorn, L. Clinical and epidemiological investigation of Acinetobacter genospecies 3 in a neonatal intensive care unit. J Clin Microbiol 1995; 33: 1567-1572.
17. Seifert, H., Strate, A., Schulze, A., Pulverer, G. Vascular catheter related bloodstream infection due to Acinetobacter johnsonii formerly Acinetobacter calcoaceticus var. lwoffi: report of 13 cases. Clin Infect Dis 1993; 17: 632-636.
18. Holton, J. A note on the preparation and use of a selective differential medium for the isolation of Acinetobacter spp. from clinical sources. J Appl Bacteriol 1983; 54: 141-142.
19. Jawad, A., Hawkey, P.K., Heritage, J., Snelling, A.M. Description of Leeds Acinetobacter medium, a new selective and differential medium for isolation of clinical important Acinetobacter spp. and comparation with Herellea agar and Holton's agar. J Clin Microbiol 1994; 32: 2353-2358.
20. Weaver, R.E., Actis, L.A. Identification of Acinetobacter species. J Clin Microbiol 1994; 32: 1833.
21. Kropec, A., Hubner, J., Daschner, F.D. Comparison of three typing methods in hospital outbreaks of Acinetobacter calcoaceticus infection. J Hosp Infect 1993; 23: 133-141.
22. Weernink, A., Severin, W.P.J., Tjernberg, I., Dijkshoorn, L. Pillows, an unexpected source of Acinetobacter. J Hop Infect 1995; 29: 189-199.
23. Gerner Smidt, P. Ribotyping of the Acinetobacter calcoaceticus-Acinetobacter baumannii complex. J Clin Microbiol 1992; 30: 2680- 2685.
24. Vaneechoutte, M., Dijkshoorn, L., Tjernberg, I., Elaichouri, A., de Vos, P., Claeys, G., Verschraegen, G. Identification of Acinetobacter genomic species by amplified ribosomal DNA restriction analysis. J Clin Microbiol 1995; 33: 11-15.
25. Nowak, A., Burkiewicz, A., Kur, J. PCR differentiation of seventeen genospecies of Acinetobacter. FEMS Microbiol Lett 1995; 126: 181-188.
26. Dolzani, L., Tonin, G., Lagatolla, C., Prandin, L., Mouti-Bragadin, C. Identification of Acinetobacter isolates in the A. calcoaceticus-A. baumannii complex by restriction analysis of the 16S-23S rRNA intergenic spacer sequences. J Clin Microbiol 1995; 33: 1108-1113.
27. Ehrenstein, B., Bernards, A.T., Dijshoorn, L., Gerner-Smidt, P., Towner, K., Bouvet, P.J.K., Daschner, F.D., Grundmann, H. Acinetobacter species identification by using tRNA spacer fingerprinting. J Clin Microbiol 1996; 34: 2414-2420.
28. Janssen, P., Maquelin, K., Coopman, R., Tjernberg, I., Bouvet, P., Kersters, K., Dijkshoorn, L. Discrimination of Acinetobacter genomic species by AFLP fingerprinting. Int J Syst Bacteriol 1997; 47: 1179- 1187.
29. García Arata, I., Gerner-Smidt, P., López-Brea, M. Epidemiological study of Acinetobacter species isolated from an intensive care unit. APMIS 1997; 105: 131-138.
30. Grundmann, H.J., Towner, K.J., Dijkshoorn, L., Gerner-Smidt, P., Maher, K., Seifert, H., Vaneechoutte, M. Multicenter study using standardised protocols and reagents for evaluation of reproducibility of PCR-based fingerprinting of Acinetobacter spp. J Clin Microbiol 1997; 35: 3071-3077.
31. Marqués, M.B., Waites, K.B., Mangino, J.E., Hines, B.B., Moser, S.A. Genotypic investigation of multidrug-resistant Acinetobacter baumannii infections in a medical intensive care unit. J Hosp Infect 1997; 37: 125-135.
32. Dijkshoorn, L., Aucken, H., Gerner-Smidt, P., Janssen, P., Kaufmann, M.E., Garaizar, J., Ursing, J., Itt, T.L. Comparison of outbreak and nonoutbreak Acinetobacter baumannii strains by genotypic and phenotypic methods. J Clin Microbiol 1996; 34: 1519-1525.
33. Vila, J., Marcos, M.A., Jiménez de Anta, M.T. A comparative study of different PCR-based DNA fingerprinting techniques for typing of the Acinetobacter calcoaceticus-A. baumannii complex. J Med Microbiol 1996; 44: 482-489.
34. Reboli, A.C., Houston, E.D., Monteforte, J.S., Wood, C.A., Hamill, R.J. Discrimination of epidemic and sporadic isolates of Acinetobacter baumannii by repetitive element PCR-mediated DNA fingerprinting. J Clin Microbiol 1994; 32: 2635-2649.
35. Sneling, A.K., Gerner-Smidt, P., Hawkey, P.K., Heritage, J., Parnell, P., Porter, C., Bodenham, A.R., Inglis, T. Validation of use of whole- cel repetitive extragenic palindromic sequence-based PCR (REP-PCR) for typing strains belonging to the Acinetobacter calcoaceticus-Acinetobacter baumannii complex and application of the method to the investigation of a hospital outbreak. J Clin Microbiol 1996; 34: 1193- 1202.
36. García, I., Fainstein, B., Leblanc, B., Bodey, G.P. In vitro activities of new betalactam antibiotics against Acinetobacter spp. Antimicrob Agents Chemother 1983; 24: 297-299.
37. Tankovic, J., Legrand, P., De Gatines, G., Chemineau, V., Bruin- Buisson, C., Duval, J. Characterization of a hospital outbreak of imipenem-resistant Acinetobacter baumannii by phenotypic and genotypic methods. J Clin Microbiol 1994; 32: 2677-2681.
38. Go, E., Urban, C., Burns, J., Kreiswirth B., Eisner, W., Mariano, N., Mosinka-Snipas, K., Rahal, J. Clinical and molecular epidemiology of Acinetobacter infections sensitive only to polymixin B and sulbactam. Lancet 1994; 344: 1329-1332.
39. Seifer, H., Baginski, R., Schulze, A., Pulverer, G. Antimicrobial susceptibility to Acinetobacter species. Antimicrob Agents Chemother 1993; 37: 750-753.
40. Vila, J., Marcos, A., Marco, F., Abdalla, S., Vergara, Y., Reig, R., Gómez- Lus, R., Jiménez de Anta, T. In vitro antimicrobial production of b-lactamases, aminoglycoside-modifying enzymes, and cloramfenicol acetyltransferase by and susceptibility of clinical isolates of Acinetobacter baumannii. Antimicrob Agents Chemother 1993; 37: 138-141.
41. García-Arata, M.I., Alarcón, T., López-Brea, M. Emergence of resistant isolates of Acinetobacter calcoaceticus-A. baumannii complex in a Spanish hospital over a five-year period. Eur J Clin Microbiol Infect Dis 1996; 15; 512-515.
42. López-Brea, M., López S., García-Arata, I., De las Cuevas, M.C., Alarcón, T. Evolución de la sensibilidad de diferentes antimicrobianos en aislamientos de Acinetobacter spp. en un periodo de 6 años. VII Congreso Nacional de la Sociedad Española de Enfermedades Infecciosas y Microbiología Clínica, Torremolinos, mayo 1996.
43. Gómez-Garcés, J.L., Alós, J.L., Pérez-Rivilla, A., Cogollos, R., Amor, E. Actividad in vitro de 11 antimicrobianos frente a aislamientos clínicos de Acinetobacter spp. Rev Enf Infect Microbiol Clin 1992; 10: 313-314.
44. Reina, J. Sensibilidad de Acinetobacter calcoaceticus-baumannii complex y Acinetobacter lwoffii a los antibióticos de uso cotidiano. Rev Enf Infec Micr Clin 1991; 9: 438-439.
45. Alphonsus, U., Okpara, Maswoswe, J.J. Emergence of multidrug- resistant isolates of Acinetobacter baumannii. Am J Hosp Pharm 1994; 51: 2671-2675.
46. López, S., Vallejo, P., Herrero, A., López-Brea, M. Emergence of carbapenem-resistance of Acinetobacter spp. in a Spanish teaching hospital. 8th European Congress of Clinical Microbiology and Infectious Diseases, Lausanne, mayo 1997.
47. Douboyas, J., Tzouvelekis, L.S., Tsakris, A. In vitro activity of ampicillin-sulbactam against multiresistant Acinetobacter calcoaceticus var. anitratus clinical isolates. J Antimicrob Chemother 1994; 34: 298-300.
48. Villar, H., Laurino, G., Hoffman, M. Actividad bactericida de sulbactam frente a bacterias pertenecientes al complejo Acinetobacter calcoaceticus-baumannii. Rev Enf Infect Microbiol Clin 1996; 9: 524-527.
49. Goldstein, F.W., Labigne-Roussel, A., Gerbaud, G., Carlier, C., Collatz, E., Courvalin, P. Transferable plasmid-mediated antibiotic resistance in Acinetobacter. Plasmid 1983; 10: 138-147.
50. Joly-Guillou, M.L., Bergogne-Bérézin, E. Enzymatic resistance to b-lactams and aminoglycosides in Acinetobacter calcoaceticus. J Antimicrob Chemother 1987; 773-776.
51. Joly-Guillou, M.L., Vallée, E., Bergogne-Bérézin, E., Philippon, A. Distribution of b-lactamases and phenotype analysis in clinical strains of Acinetobacter calcoaceticus. J Antimicrob Chemother 1988; 22: 597-604.
52. López, S., Alarcón, T., Prieto, N., López-Brea, M. Patrón fenotípico de resistencia a betalactámicos y producción de betalactamasas en Acinetobacter baumannii. Rev Esp Quimioterap 1997; 10: 231-235.
53. Bush, K., Jacoby, G.A., Medeiros, A. A functional classification scheme for betalactamases and its correlation with molecular structure. Antimicrob Agents Chemother 1995; 39: 1211-1233.
54. Morohoshi, T., Saito, T. Betalactamase and betalactam antibiotics resistance in Acinetobacter anitratum (syn.: A. calcoaceticus). J Antibiotics 1977; 30: 969-973.
55. Perilli, M., Felici, A., Oratore, A., Cornaglia, G., Bonfligio, G., Rossolini, G.M., Amicosante, G. Characterization of the chromosomal cephalosporinases produced by Acinetobacter lwoffii and Acinetobacter baumannii clinical isolates. Antimicrob Agents Chemother 1996; 40: 715-719.
56. Hood, J., Amyes, S.G.B. A novel method for the identification and distinction of the betalactamases of the genus Acinetobacter. J Applied Bacteriology 1989; 67: 157-163.
57. Blechsmidt, B., Bomeleit, P., Kleber, H.P. Purification and characterization of an extracellular betalactamase produced by Acinetobacter calcoaceticus. J Gen Microb 19992; 138: 1197-1202.
58. Sato, K., Nakae, T. Outer membrane permeability of Acinetobacter calcoaceticus and its implication in antibiotic resistance. J Antimicrob Chemother 1991; 28: 35-45.
59. Paul, G., Joly-Guillou, M.L., Bergogne-Berézin, E., Nevot, P., Philippon, A. Novel carbenicilin-hidrolyzing betalactamase (CARB-5) from Acinetobacter calcoaceticus var. anitratus. FEMS Microb Letter 1989; 59: 45-50.
60. Garrouste-Orgeas, M., Marie, O., Rouveau, M., Villiers, S., Arlet, G., Schlemmer, B. Secondary carriage with multi-resistant Acinetobacter baumannii and Klebsiella pneumoniae in an adult ICU population: Relationship with nosocomial infections and mortality. J Hosp Infect 1996; 34: 279-289.
61. Vila, J., Navia, M., Ruiz, J., Casals, C. Cloning and nucleotide sequence analysis of a gene encoding an OXA-derived betalactamase in Acinetobacter baumannii. Antimicrob Agents Chemother 1997; 41: 2757-2759.
62. Paton, R., Miles, R.S., Hood, J., Amyes, S.G.B. ARI-1: b-lactamase- mediated imipenem resistance in Acinetobacter baumannii. Int J Antimicrob Agents 1993; 2: 81-82.
63. Scaife, W., Young, H., Paton, R., Amyes, S. Transferible imipenem- resistance in Acinetobacter species from a clinical source. J Antimicrob Chernother 1995; 36: 585-586.
64. Horstein, M., Sautjeau-Rostoker, C., Peduzzi, J., Vessieres, A., Le Thi Han Hong, Barthelemy, M., Scavizzi, M., Labia, R. Oxacillin-hydrolyzing betalactamase involved in resistance to imipenem in Acinetobacter baumannii. FEMS Microb Letters 1997; 153: 333-339.
65. Costa, S.F., Wodcock, J., Child, J. y cols. Characterization of the betalactamases and outer-membrane proteins of imipenem-resistant Acinetobacter baumannii clinical isolates from Brazil. 36th Interscience Congress of Antimicrobial Agents and Chemotherapy, New Orleans 1996; C123.
66. Brown, S., Bantar, C., Young, H., Amyes, S.G.B. An outbreak of imipenem resistance in Acinetobacter strains from Buenos Aires. 36th Interscience Congress of Antimicrobial Agents and Chemotherapy, New Orleans 1996; C122.
67. Pérez, A.N., Bonet, I.G., Robledo, E.H., Abascal, R.D., Plous, C.V. Metallobetalactamases in Acinetobacter calcoaceticus? Medical Science Research 1996; 24: 315-317.
68. Martínez-Martínez, L., Rodríguez, G., Pascual, A., Suárez, A.I., Perea, E. In vitro activity of antimicrobial agent combinations against multiresistant Acinetobacter baumannii. J Antimicrob Chemother 1996; 38: 1107-1115.
69. Rodríguez, M.J., Pachón, J., Pichardo, C., Cuberos, L., Caballero, F.J, Moreno, I., Jiménez-Mejías, M.E., García-Curiel, A. Eficacia de imipenem, doxiciclina y amikacina en un modelo de neumonía experimental por Acinetobacter baumannii. VII Reunión Nacional de la Sociedad Española de Enfermedades Infecciosas y Microbiología Clínica 1997; 93.
70. Bergogne-Bérézin, E., Joly-Guillou, M.L. An underestimated nosocomial pathogen, Acinetobacter calcoaceticus. J Antimicrob Chemother 1985; 16: 535-538.
71. Wolff, M., Joly-Guillou, M.L., Farinotti, Carbon, C. Efficacy of various regimen containing rifampin against multi-resistant Acinetobacter baumannii (MRAb) in a mouse pneumonia model. 37h Interscience Congress of Antimicrobial Agents and Chemotherapy, Toronto 1997; C122.