Resistencia a los macrólidos en Streptococcus pyogenes

Streptococcus pyogenes (estreptococo del grupo A, según la clasificación establecida por Rebeca Lancefield en 1933) es uno de los patógenos bacterianos de mayor importancia en el ser humano. Es la causa más frecuente de faringoamigdalitis aguda de etiología bacteriana, produce numerosas afecciones supuradas cutáneas y sistémicas y puede dar lugar, ocasionalmente, a dos importantes secuelas: la fiebre reumática y la glomerulonefritis aguda postestreptocócica.

Por fortuna, S. pyogenes se ha venido manteniendo durante años uniformemente sensible a la penicilina, de modo que no era necesario plantearse terapéuticas alternativas salvo en casos de alergia a la penicilina. Incluso en el momento actual son muchos los autores que siguen manteniendo a este fármaco como tratamiento de elección, ya que, en sentido estricto, no existe resistencia a penicilina en S. pyogenes. Las únicas cepas resistentes, debido a modificaciones en sus proteínas fijadoras de penicilina (PBP), se han obtenido siempre en condiciones de laboratorio. El porqué de que esta selección, relativamente fácil de conseguir en laboratorio, no se haya dado in vivo, cuando es notorio que numerosos pacientes están sometidos por periodos prolongados de tiempo a concentraciones tisulares relativamente bajas de penicilina, es una cuestión por dilucidar (1).

Sin embargo, actualmente se dan dos circunstancias que han hecho que algunos autores se planteen la pertinencia de mantener la penicilina como tratamiento de elección: el aumento de fracasos terapéuticos y la aparición de nuevos fármacos que podrían constituir una buena alternativa.

Diversos estudios describen, con frecuencia creciente en algunas áreas, fracasos terapéuticos en faringoamigdalitis estreptocócicas tratadas con penicilina. En algunos de estos estudios los fracasos llegan incluso a superar el 25% (2) y se achacan, en la mayor parte de los casos, a disminuciones de la síntesis de PBP en los tejidos, que da lugar a un cierto grado de tolerancia, o a una hipotética protección por betalactamasas producidas por otras bacterias integrantes de la flora faríngea.

Van apareciendo además otros fármacos, como las nuevas cefalosporinas orales y los nuevos macrólidos y derivados que, con una actividad sobre S. pyogenes próxima a la de la penicilina, presentan características farmacocinéticas mucho más favorables.

Los macrólidos han sido y son aún el tratamiento de elección de las infecciones producidas por S. pyogenes en los pacientes con reacciones de hipersensibilidad a las penicilinas. No obstante, desde que en 1959 Lowbury y Hurst describieron la primera cepa de S. pyogenes resistente a la eritromicina y a otros macrólidos (3), se han comunicado resistencias a este antibiótico en diversos países, aunque con grandes variaciones geográficas. Durante los años posteriores a la comunicación del primer aislamiento resistente, éstos se presentaban de forma esporádica (4). Sin embargo, a principios de la década de 1970 se observa en Japón un rápido y alarmante incremento de S. pyogenes resistentes a la eritromicina, llegándose a alcanzar, en 1979, cifras del 61,8% (5). En otros países de Europa y Norteamérica el número de aislamientos resistentes oscilaba, en ese momento, entre un 0,7% y un 5% (6-8). Este aumento de la prevalencia de cepas resistentes que se produjo en Japón se atribuyó a la gran presión ecológica ejercida por el uso excesivo de eritromicina en el tratamiento de las infecciones del tracto respiratorio (9). Tal observación ha sido apoyada posteriormente por los datos obtenidos en Finlandia (10), Taiwan (11), Australia (12) e Italia (13). A partir de la publicación de hallazgos tan alarmantes, el uso de eritromicina en Japón se redujo y la resistencia ha disminuido hasta situarse en el momento actual en torno al 1% (14). No obstante, el que en Japón la incidencia de resistencia a la eritromicina disminuyese rápidamente, una vez que se controló el uso de macrólidos, no debe inducir a infravalorar la situación actual de incremento de resistencia en otras zonas, con la confianza de que, llegado el momento, el control del uso de macrólidos reducirá del mismo modo la incidencia de resistencia. El aumento de cepas resistentes en Japón fue monoclonal (serotipo T12) (15), mientras que en la presente situación el aumento de la resistencia es policlonal (16) y no existe garantía alguna de que el comportamiento vaya a ser similar. Actualmente Finlandia (4), Australia (10), Gran Bretaña (10) e Italia (17) son los países donde la incidencia de aislamientos resistentes alcanza mayores índices.

El primer representante de los macrólidos es la eritromicina. Obtenida en Filipinas en 1952, a partir de Streptomyces erythreus (18) (actualmente Saccharopolyspora erythraea), está constituida por un anillo lactónico-macrocíclico de 14 átomos unido a un azúcar neutro (cladinosa) y un aminoazúcar (desosamina) en las posiciones 3 y 5. Su espectro abarca fundamentalmente bacterias grampositivas y algunas gramnegativas, e incluye actinomicetos, treponemas, micoplasmas, clamidias y rickettsias. A pesar de su menor actividad, como regla general, sobre los gramnegativos se muestra eficaz frente a algunas especies, constituyendo incluso el tratamiento de elección de las infecciones producidas por Legionella, Bordetella, Campylobacter y Helicobacter. Sus principales limitaciones derivan de algunas de sus propiedades farmacocinéticas (inactivación del antibiótico a pH ácido, hemivida de eliminación corta, interacciones medicamentosas con teofilina, ciclosporina, digoxina, warfarina, etc.), el rápido desarrollo de resistencias y su limitada actividad frente a Haemophilus influenzae.

Con el fin de obviar estas deficiencias se ha sintetizado una serie de nuevos macrólidos, muchos de ellos ya disponibles en España desde principios de los años 1990. Los nuevos macrólidos se obtienen, en su mayoría, a partir de modificaciones del anillo lactónico de la eritromicina, dando lugar a derivados de 14, 15 y 16 átomos. Dentro de los de 14 átomos, la oleandomicina es un compuesto natural, mientras que la roxitromicina, la diritromicina y la claritromicina son derivados semisintéticos de la eritromicina. Entre los macrólidos de 15 átomos, también denominados azálidos por poseer un nitrógeno intramolecular, el único representante es la azitromicina. Dentro de los de 16 átomos se han descrito la josamicina, la espiramicina y la diacetilmidecamicina como derivados naturales, y la rokitamicina y la miokamicina como derivados sintéticos.

Los estudios sobre actividad in vitro muestran que, en general, los macrólidos de 14 átomos, incluida la eritromicina, son más activos que la azitromicina frente a S. pyogenes, y que la azitromicina, a su vez, es más activa que los macrólidos de 16 átomos. Dentro de los de 14 átomos, la claritromicina es el macrólido más activo frente a S. pyogenes, mostrando una actividad dos a cuatro veces mayor que la de la eritromicina (19, 20). Las CMI que se obtienen mediante estudios de sensibilidad en cepas sensibles (con CMI para eritromicina de 0,03-0,06 µg/ml) son de 0,01-0,06 µg/ml para la claritromicina y en torno a 0,1 µg/ml para roxitromicina, azitromicina y diritromicina (21). A pesar de que los nuevos macrólidos, salvo la claritromicina, no mejoran la actividad de la eritromicina frente a S. pyogenes, sí mejoran de forma notable sus propiedades farmacológicas: biodisponibilidad, estabilidad en medio ácido del estómago, tolerabilidad gastrointestinal, mayores concentraciones séricas tras su administración oral y concentración tisular y vida media más largas (22).

Todos ellos actúan sobre el microorganismo inhibiendo la síntesis proteica dependiente del RNA en el paso de elongación de la cadena, mecanismo de acción igual al conocido en la eritromicina. Una sola molécula de antimicrobiano se une de forma reversible a la subunidad ribosómica 50S, produciendo el bloqueo de la reacción de transpeptidación o translocación, o de ambas (23).

Los microorganismos pueden hacerse resistentes a este grupo de antibióticos por varios mecanismos. Numerosos bacilos gramnegativos, con la excepción de algunos géneros como Campylobacter, Helicobacter, Legionella, Bordetella y Haemophilus, son intrínsecamente resistentes a los macrólidos debido a las características de su membrana externa, que los hacen impermeables a los antimicrobianos de este grupo (24). Las bacterias pueden poseer además diversos mecanismos de resistencia adquiridos, como la inactivación enzimática del antibiótico (25), mutaciones en los genes que codifican las proteínas que forman parte de los ribosomas (26), eliminación del antibiótico del interior de la bacteria por mecanismos específicos de transporte activo (27) o el más importante, la alteración enzimática de su receptor, que puede aparecer como una característica constitutiva o inducible del microorganismo (28).

Este último mecanismo, mediado por una familia de genes denominados en conjunto erm (erythromycin resistence methylase), implica la metilación del receptor llevada a cabo por una familia de metilasas que monometilan o dimetilan el N6 de una adenina del RNA ribosómico que constituye la subunidad 23S. Esta metilación induce un cambio conformacional del ribosoma, lo que provoca una reducción de la afinidad del antibiótico por la subunidad 50S. Todo ello da lugar al fenotipo de resistencia denominado MLSB, que implica resistencia cruzada a macrólidos, lincosamidas y estreptograminas del grupo B, ya que dicho cambio conformacional afecta a estos tres grupos de antibióticos puesto que sus receptores ribosomales son comunes (28) o se encuentran próximos (29).

Se han encontrado hasta el momento 30 tipos distintos de metilasas que se agrupan en ocho clases según el tipo de hibridación que presenten, aunque las secuencias de aminoácidos indican que todos los genes erm probablemente derivan de un gen ancestral común (30). En el caso de S. pyogenes, el gen que codifica la metilasa pertenece a la clase ermAM y habitualmente se encuentra localizado en los transposones Tn914 y Tn1545 (31). Se trata de un gen ampliamente distribuido en estreptococos, neumococos y enterococos, aunque también se ha encontrado ocasionalmente en algunos bacilos gramnegativos. La transferencia de los genes de resistencia MLSB en S. pyogenes puede producirse por dos mecanismos: conjugación y transducción. La conjugación se realiza mediante un plásmido, cuyo tamaño oscila entre 25 y 30 kb y que se encuentra en un número bajo de copias por bacteria. Además, estos plásmidos transportan con frecuencia genes de resistencia a las tetraciclinas y el cloranfenicol, por lo que no es infrecuente encontrar casos de multirresistencia que afecten a los tres grupos de antimicrobianos (32). También se ha descrito la transferencia del transposón que confiere este tipo de resistencia por transducción. Asimismo se ha visto que las bacterias pueden adquirir este tipo de resistencia en ausencia de DNA plasmídico (33). Este último mecanismo también desempeña un papel importante en la diseminación de este tipo de resistencia a otras especies bacterianas (34).

La expresión de este gen en cocos grampositivos puede ser constitutiva o inducible, dando lugar en función de ello a distintos fenotipos de resistencia. El que la expresión sea de una u otra categoría no depende del tipo de determinante erm, sino que se explica por un mecanismo denominado "atenuación de la traslación". Junto al determinante erm se cotranscribe, en el mismo RNAm, una secuencia denominada "región reguladora" que codifica un péptido control que se encuentra en todos los tipos de determinante erm. El RNAm que contiene la transcripción de ambos genes presenta, en ausencia de eritromicina, una estructura secundaria en forma de bucle en su extremo 5' que impide el acceso del ribosoma al sitio de unión SD2, y por tanto la traducción de la metilasa. La unión en este punto es imprescindible como paso inicial para la síntesis de la eritromicina metilasa, de modo que al no ser posible esta unión no se traduce el gen que la codifica (35). En presencia de eritromicina, o de cualquier otro macrólido fuertemente inductor, el antibiótico se une inicialmente a los ribosomas incluyendo aquellos involucrados en la síntesis del péptido control. Esta unión del antibiótico inductor al ribosoma impide su translocación, lo que induce reorganizaciones conformacionales en el RNAm que terminarán desplazando el locus SD2 hacia una zona externa a la estructura secundaria. Ello permite que el ribosoma se una a SD2 y por tanto que se traduzca la enzima (36).

Cuando la expresión es inducible, que se produzca o no la enzima depende de la capacidad de inducción de cada antimicrobiano. Se sabe que, de forma general, los macrólidos de 14 átomos (eritromicina, roxitromicina, claritromicina, diritromicina y oleandomicina) y de los 15 átomos (azitromicina) se comportan como inductores potentes, mientras que los de 16 átomos lo hacen en un grado mucho menor y las lincosamidas y las estreptograminas prácticamente carecen de esta capacidad (37).

No obstante, recientemente se ha descrito que en el género Streptococcus los macrólidos de 16 miembros también pueden actuar como inductores. De este modo, el fenotipo de resistencia habitual en una cepa inducible (resistente a los macrólidos de 14 y 15 átomos, con CMI notablemente más bajas frente a macrólidos de 16 átomos, sensible a las lincosamidas y las estreptograminas) puede aparecer también en S. pyogenes con resistencia a todos los macrólidos, sin que ello implique un tipo distinto de resistencia (38).

Esta capacidad que tienen los macrólidos para inducir la transcripción del gen erm se debe a que poseen en su estructura un azúcar neutro situado en posición C3 del anillo lactónico, l-cladinosa. La conformación molecular del anillo lactona macrocíclico que implica la presencia de la cladinosa es la que confiere a estos macrólidos sus propiedades inductoras (39).

En cuanto a la expresión constitutiva, se ha observado que cepas inducibles, es decir, cepas dotadas de la información genética necesaria para sintetizar la eritromicina metilasa y el péptido control, especialmente cuando se encuentran expuestas a concentraciones subinhibitorias de antibióticos no inductores, como las lincosamidas o las estreptograminas del tipo B, terminan expresando la enzima de forma constitutiva debido a que se produce una serie de mutaciones (deleciones, duplicaciones, repeticiones) en la estructura de la región reguladora que hacen que el locus SD2 esté accesible siempre, de modo que la síntesis de la enzima se produce independientemente del cambio conformacional inducido por la eritromicina en el ribosoma (40).

El hecho de que la expresión sea constitutiva implica que la enzima se produce en ausencia de inductor, de modo que estas cepas son resistentes tanto a los macrólidos como a las lincosamidas y las estreptograminas del grupo B. Las estreptograminas del grupo A escapan a este mecanismo de resistencia. Aunque las del grupo B pierden actividad, el sinergismo con las estreptograminas del grupo A se mantiene, a pesar de que las CMI se elevan ligeramente (41).

La inactivación enzimática, que es el mecanismo de resistencia esencial en algunos antimicrobianos como los betalactámicos, es en cambio un mecanismo infrecuente en el caso de los macrólidos (42). Se ha descrito una eritromicina esterasa (43) y una macrólido 2'fosfotransferasa (44) que pueden hidrolizar eficazmente a los macrólidos de 14 átomos y en menor medida a los de 16 átomos (24), pero hasta el momento no se ha observado ninguna de estas enzimas en el género Streptococcus.

Alteraciones de una sola proteína ribosómica en el receptor de la unidad 50S confieren también resistencia a la eritromicina y, con frecuencia, a otros componentes de su grupo. Esta resistencia de alto grado en un solo paso es el resultado de mutaciones cromosómicas en S. pyogenes, Bacillus subtilis, Campylobacter spp. y Escherichia coli (26).

En Staphylococcus se ha descrito también un sistema de flujo activo específico para los macrólidos de 14 y 15 átomos y las estreptograminas del grupo B, que no afecta a las lincosamidas, lo que da lugar a un nuevo fenotipo de resistencia denominado MSB. Se trata de un sistema de flujo que posee tres componentes, dos de los cuales median la unión al ATP mientras que el último componente es una proteína transmembrana hidrofóbica.

Recientemente se ha descubierto en S. pyogenes un sistema de flujo activo aparentemente distinto al encontrado en Staphylococcus, codificado por un gen denominado mefA (45). Es un sistema que parece comportarse como específico para macrólidos de 14 y 15 átomos, sin afectar a las estreptograminas. Así, da lugar a un nuevo fenotipo de resistencia denominado M. Recientemente se han descrito, además, dos subfenotipos dentro del fenotipo M: uno de ellos con alto grado de resistencia a la eritromicina (el fenotipo M típico muestra, de forma característica, CMI para eritromicina £16 µg/ml) y el otro con sensibilidad intermedia a la clindamicina (46).

La incidencia de los diferentes fenotipos en S. pyogenes es muy variable. Un estudio reciente llevado a cabo en Finlandia en seis regiones geográficas demuestra que en cada una de ellas predomina un fenotipo distinto (47). No obstante, en conjunto, los estudios de incidencia de los diferentes fenotipos de resistencia a la eritromicina muestran que las cepas con alto grado de resistencia (CMI ³64 µg/ ml) presentan resistencia constitutiva a los macrólidos, las lincosamidas y las estreptograminas, con fenotipo de resistencia MLSB (mediado por tanto por una metilasa), y que es un mecanismo de resistencia poco frecuente (2%) (27, 47). Las cepas con bajo grado de resistencia a macrólidos (CMI 1-8 mg/1) representan el 60% de las cepas resistentes y pertenecen en general al fenotipo de resistencia inducible, de modo que sólo afectan a las lincosamidas y las estreptograminas en presencia de macrólidos inductores (28). Las cepas con el fenotipo de resistencia descrito más recientemente (fenotipo M), que alcanza al 38% a 75% de S. pyogenes, se caracterizan por presentar bajos grados de resistencia a la eritromicina y mantenerse sensibles a las lincosamidas y las estreptograminas, incluso tras la inducción previa con macrólidos. Con frecuencia son también sensibles a la mayoría de los antimicrobianos. Independientememte del fenotipo de resistencia, todos los aislamientos resistentes a la eritromicina lo son también a los macrólidos de 14 y 15 átomos (27, 47).

Esta correlación entre el mecanismo de resistencia y el grado de sensibilidad ha hecho que mientras algunos autores se resisten a utilizar macrólidos frente a S. pyogenes portadores de algún mecanismo de resistencia, otros establecen diferencias en función del mecanismo. Estos autores asimilan la presencia de resistencia constitutiva a fracaso in vivo de los macrólidos, debido a las altas CMI que condiciona (48, 49). Por el contrario, la respuesta terapéutica en caso de S. pyogenes con resistencia inducible o con resistencia mediada por mecanismos distintos de la metilación del RNA sería menos previsible, ya que daría lugar a CMI más bajas, que eventualmente podrían ser accesibles a los nuevos macrólidos debido a las altas concentraciones tisulares que alcanzan. Actualmente esta teoría es controvertida, y por tanto sería importante conocer los mecanismos de resistencia prevalentes en cada área, su repercusión en la actividad de los macrólidos y la estabilidad de esta repercusión, con el fin de dilucidar la utilidad real de los macrólidos frente a este microorganismo en cada zona. A ello hay que añadir el nuevo subfenotipo M con alto grado de resistencia a los macrólidos, frente al cual las posibilidades de fracaso terapéutico podrían ser mayores.

La evolución de la resistencia a los macrólidos ha seguido dos vías: por una parte, desde que se produjo en Japón, a finales de los años 1970, un brote epidémico por S. pyogenes resistente a la eritromicina (5), se han descrito brotes similares en distintos países, como Suecia (50) y Reino Unido (51). En Cambridge (UK) se produjo en 1988 un brote epidémico por S. pyogenes resistente a la eritromicina (51). En la ciudad sueca de Halland, en los años 1983 y 1984 tuvo lugar un brote epidémico en una guardería, en el cual el 49% de los niños se infectaron durante la epidemia, así como el 8% de los empleados y un 23% de los padres. Casi todos los aislamientos eran del serotipo T12 y resistentes sólo a la eritromicina. El tratamiento con penicilina erradicó a S. pyogenes en el 75% de los infectados (50).

Además, existe un aumento en el número de aislamientos resistentes a este antibiótico de forma general, con independencia de los brotes epidémicos. En ambos casos los incrementos de la resistencia están vinculados a una serie de factores, entre los que destaca como decisivo el elevado consumo de estos antibióticos, ya que se utilizan con gran frecuencia como tratamiento empírico de infecciones del tracto respiratorio (52), como profilaxis y como tratamiento de infecciones orales (53). A ello hay que añadir sus nuevas indicaciones terapéuticas, como son la erradicación de Helicobacter pylori en pacientes con úlcera péptica (54) o su utilización en pacientes con síndrome de inmunodeficiencia adquirida. Estudios in vitro demuestran la aparición de resistencia en Streptococcus cultivados en medios que contienen concentraciones crecientes de eritromicina. Esta situación puede considerarse paralela a las circunstancias que se dan in vivo, cuando un paciente es tratado de forma crónica o frecuentemente con esos antimicrobianos. No obstante, el elevado grado de resistencia se ve influenciado también por otros factores, como son la presencia de reservorios humanos o de otras especies con microorganismos portadores de genes de resistencia (55) (se ha comprobado que los portadores de S. pyogenes resistentes a eritromicina en la faringe constituyen un importante reservorio del microorganismo que puede persistir o transmitirse) (16) y la existencia de una situación que favorezca la transmisión de bacterias (55), como puede ser el contacto en los colegios o en la familia. De todos modos, estas últimas circunstancias constituyen factores secundarios que implican una presión selectiva mucho menor que la ejercida por el consumo de antibióticos. Así, estos factores pueden dar lugar a la selección de una clona resistente que, por características del microorganismo, por circunstancias epidemiológicas o por una combinación de ambas, tenga una rápida difusión. Esta circunstancia fue la que se dio en Japón a finales de los años 1970. El número de cepas resistentes en 1975 suponía ya el 36% y aumentó hasta el 83% en 1977 (14), bajando luego al 60% en 1979 (5) y al 8% en 1985, el 4% en 1987 y menos de un 3% en 1989 (56), situándose en un 1% en 1992 (14).

La primera situación grave a este respecto se ha observado recientemente en Finlandia, donde el uso de eritromicina se triplicó entre 1979 y 1989 y probablemente en relación con ello se incrementó el número de aislamientos resistentes, de un 4% observado en 1988 a un 24% en 1990, según un estudio realizado por Seppälä y cols. (16). En este estudio se observa que existe una gran variabilidad geográfica, de modo que la frecuencia de aislamientos resistentes en comunidades separadas solamente 50 km presenta diferencias incluso próximas al 40% (del 2% al 5% en las áreas de menor incidencia hasta el 26% a 44% en las más afectadas) (16). No obstante, cuando se estudia de forma comparada con el consumo de macrólidos se observa que hay un grado importante de correlación, en casi todas las áreas, entre consumo de macrólidos y resistencia, de modo que la presión ecológica se configura de nuevo como un factor fundamental. No obstante, el estudio de los distintos perfiles de restricción del DNA y de la serotipificación revela que, en este caso, el aumento de la resistencia, incluso dentro de la misma área, es policlonal (16).

Actualmente, países con alta prevalencia son Australia, Gran Bretaña e Italia. En Australia, a partir de 1985 se observa un alarmante incremento en la prevalencia de S. pyogenes resistente a la eritromicina: del 1% en 1985 aumentó a un 9,1% en 1986, hasta el 17,6% observado en 1987 (58) y el mismo porcentaje en 1989 (12). Un estudio realizado en Gran Bretaña en 1989, en el cual participaban 61 laboratorios de todo el país, cifraba la incidencia de S. pyogenes resistente a los macrólidos en un 3% (51). En 1995, en Australia y Gran Bretaña se describió una incidencia de S. pyogenes resistente a los macrólidos del 1% al 18% (4) y del 3% al 23% (10), respectivamente, según el área geográfica. Existen numerosos estudios sobre la prevalencia en los últimos años que demuestran un progresivo aumento de la resistencia a los macrólidos en Italia. Así, en 1993 se cifraba en torno al 2,8% (59), en 1994 al 15,8% (57) y en 1995 era del 16,2%, hasta situarse actualmente en el 21,4% (60), variando entre el 30% en Milán y el 3% en Catania (61). En Austria se describen actualmente resistencias en torno a un 20% (62). A ello hay que añadir un estudio publicado recientemente en Italia, en el cual en algunas zonas la resistencia a los macrólidos pasó del 1% en 1992 al 39% en 1995, y actualmente se sitúa en cifras estables próximas al 45%, con picos por encima del 80% en algunos periodos de tiempo (63).

En Estados Unidos la prevalencia de S. pyogenes resistente a los macrólidos se mantiene, ya que estudios realizados durante los años 1993 y 1994 demuestran que se encuentra en un 2% (64). Otros países de baja prevalencia son Polonia, con un 6,3% en 1996 (65), e Israel, con un porcentaje de aislamientos resistentes menor del 2% en todos los estudios realizados hasta 1995 (66) y un 2,1% en 1996 (67).

La primera descripción de un aislamiento resistente a la eritromicina en España tuvo lugar a finales de la década de 1980 (68). Desde entonces se han realizado estudios, en distintas áreas, que indican un ligero incremento de la resistencia a los macrólidos en S. pyogenes. En 1988 se describió un 1%, un 2,7% en 1989, en 1990 un 0%, en 1991 un 1% (69), un 0% en 1992, en 1993 un 0,5% y en 1994 un 2,8% (70). También en España, como en otros países, existen diferencias en la prevalencia según el área de estudio. Así, en 1994 se describe en Madrid un 4,7% (70), en Vizcaya un 7,5% (71), un 8,1% en Mallorca (72) y en Barcelona un 1,3% (73). En un estudio multicéntrico sobre cepas de nueve hospitales españoles, coordinado en 1996 por el Departamento de Microbiología del Hospital Universitario de Salamanca, el porcentaje de resistencia era de un 11,7% para eritromicina y claritromicina, y de un 12,2% para diritromicina y azitromicina, con tasas de resistencia mayores (26,1%) en el caso de roxitromicina (datos no publicados). En un estudio realizado en España en 1997, la resistencia media a los macrólidos encontrada en aislamientos clínicos de S. pyogenes fue del 8,8% para la eritromicina y del 7,8% para la claritromicina. Se producen, como en otros países, variaciones en estas cifras en función de la ciudad en estudio. Así, las ciudades con más resistencias fueron Sevilla, con un 33% de cepas resistentes a la eritromicina, Barcelona con un 18,7% y Valencia y Zaragoza con un 14,2%. Las prevalencias más bajas se encontraron en Madrid y Pamplona, donde no se halló ninguna cepa resistente (Estudio microbiológico de las resistencias de S. pyogenes a penicilina, eritromicina y claritromicina en cepas aisladas de niños con diagnóstico clínico de faringoamigdalitis de posible etiología bacteriana; datos no publicados).

Se han desarrollado diversos macrólidos con modificaciones estructurales que implican una mayor actividad frente a S. pyogenes. En los años 1980 se desarrollaron diversos análogos 11,12-carbamato de claritromicina (A-61795, A-62514, A-66173, A-64239) que se mostraban más activos que la eritromicina y la claritromicina frente a S. pyogenes con resistencia inducible o constitutiva al grupo MLSB. Presentaban CMI 8 a 16 veces menores que para claritromicina y eritromicina frente a cepas con resistencia constitutiva, y 8 a 16 veces menores en cepas con resistencia inducible. Se desarrollaron además otros macrólidos, análogos 11,12-carbonato de eritromicina, con modificaciones también en la posición 4 de la cladinosa. De ellos, los que presentaban cadenas lineales o monocíclicas en la posición 4 del radical 3-cladinosa no mostraban mejoras significativas respecto a la eritromocina, mientras que los poseedores de radicales bicíclicos (fundamentalmente A-60565, con un radical 4-naftil glicil) mostraron una mejor actividad que la eritromicina frente a cepas con resistencia tanto inducible como constitutiva. Uno de los estudiados, con una sustitución naftil glicil en posición 4, tiene mejor actividad que la eritromicina frente a cepas con resistencia tanto constitutiva como inducible. No obstante, las CMI obtenidas con todos estos macrólidos eran en general insuficientes para permitir su uso clínico, ya que se mantenían en valores que no se alcanzaban a dosis terapéuticas. Sí demostraban, en cambio, una clara relación entre estructura química y actividad, lo que sugiere que ciertas modificaciones en la estructura de la eritromicina, concretamente en la cladinosa, podrían mejorar la actividad frente a aislamientos de S. pyogenes resistentes a los macrólidos (42). En estas modificaciones químicas se basa la mejora de actividad que poseen los nuevos macrolidos de 14 átomos sobre las cepas resistentes a la eritromicina (39).

Este nuevo grupo de macrólidos de 14 átomos, conocidos en conjunto como cetólidos, se caracteriza por poseer un grupo ceto en posición 3 del anillo macrolactónico, reemplazando a la cladinosa (74). Se encuentran en estudio varias moléculas de este grupo: RU-64004, RU-57708, RU-62306, RU-66647, etc. Poseen un mecanismo de acción similar al de los macrólidos clásicos, pero se unen también a un receptor adicional específico para ellas, por lo que tienen mayor afinidad por el ribosoma y mantienen una buena actividad frente a microorganismos con resistencia adquirida a los macrólidos clásicos (75) y a otros antimicrobianos, con CMI90 y CMI50, en el caso de RU-64004, de 0,03 µg/ml, y un intervalo de 0,015-0,25 µg/ml, independientemente de que se trate de cepas con resistencia inducible o constitutiva (76). Las cepas sensibles a los macrólidos también lo son a los cetólidos, con actividad similar, pero S. pyogenes con resistencia tanto constitutiva como inducible al grupo MLSB es también muy sensible a estos nuevos cetólidos, que muestran además buena actividad frente a otros cocos grampositivos con resistencia constitutiva a MLSB, incluyendo Streptococcus pneumoniae (77).

Este grupo tiene la ventaja adicional de que, a diferencia de los macrólidos de 14 y 15 átomos, y también de los de 16 átomos frente a estreptococos, no induce la síntesis de eritromicina metilasa al carecer de la cladinosa en posición 3 implicada en dicha inducción. Puesto que la resistencia más frecuente en S. pyogenes es inducible, la mayor parte de las cepas con resistencia cruzada a los macrólidos, las lincosamidas y las estreptograminas del grupo B no tendrían este comportamiento con los cetólidos, manteniéndose sensibles a las lincosamidas y las estreptograminas pese a la presencia de un antimicrobiano de este grupo. Las CMI para otros cetólidos, como RU-66252 y RU-56006, se encuentran en cifras similares (39). Además presentan excelentes características farmacocinéticas: vida media más larga, mejor difusión al pulmón, acumulación en macrófagos facilitando altas concentraciones de antimicrobiano en el foco de infección, no actúan sobre el citocromo P450 y se evitan así interacciones con otros fármacos.Este grupo tiene la ventaja adicional de que, a diferencia de los macrólidos de 14 y 15 átomos, y también de los de 16 átomos frente a estreptococos, no induce la síntesis de eritromicina metilasa al carecer de la cladinosa en posición 3 implicada en dicha inducción. Puesto que la resistencia más frecuente en S. pyogenes es inducible, la mayor parte de las cepas con resistencia cruzada a los macrólidos, las lincosamidas y las estreptograminas del grupo B no tendrían este comportamiento con los cetólidos, manteniéndose sensibles a las lincosamidas y las estreptograminas pese a la presencia de un antimicrobiano de este grupo. Las CMI para otros cetólidos, como RU-66252 y RU-56006, se encuentran en cifras similares (39). Además presentan excelentes características farmacocinéticas: vida media más larga, mejor difusión al pulmón, acumulación en macrófagos facilitando altas concentraciones de antimicrobiano en el foco de infección, no actúan sobre el citocromo P450 y se evitan así interacciones con otros fármacos.

Estos resultados, avalados por estudios realizados in vivo, sugieren que si los estudios de toxicidad ofrecen resultados favorables los cetólidos pueden ser una alternativa para el tratamiento de las infecciones causadas por S. pyogenes resistente a la eritromicina, tanto con resistencia inducible como constitutiva (78), lo que tiene una indudable trascendencia si la resistencia a los macrólidos mantiene un ritmo ascendente en S. pyogenes.

BIBLIOGRAFÍA

1. Tomasz, A., Muñoz, R. ß-lactam antibiotic resistance in Gram-positive bacterial pathogens of the upper respiratory tract. Microb Drug Res 1995; 1: 103-109.
2. Pichichero, M.E., MacLinn, S.E., Gooch, W.M., Rodríguez, W., Goldfarb, J., Reidenberg, B.E. Members of the Ceftibuten Pharyngitis International Study Group. Ceftibuten vs. penicillin V in group A ß-hemolytic streptococcal pharyngitis. Pediatr J Infect Dis 1995; 14 (Suppl. 7): S102-S107.
3. Lowbury, E.J.L., Hurst, L. The sensitivity of staphylococci and other wound bacteria to erithromycin, oleandomycin and spiramycin. J Clin Pathol 1959; 12: 163-169.
4. Gerber, M.A. Antibiotic resistance in group A streptococci. Ped Clin North Am 1995; 42: 539-551.
5. Maruyana, S., Yoshioka, H., Fujita, Y., Takimoto, M., Stake, Y. Sensitivity of group A streptococci to antibiotics. Prevalence of resistance to erithromycin in Japan. Am J Dis 1979; 133: 1143-1145.
6. Scott, R.J.D., Naidoo, J., Lightfoot, N.F., George, R.C. A community outbreak of group A beta haemolytic streptococci with transferable resistance to erithromycin. Epidemiol Infect 1989; 102: 85-91.
7. Järvinen, H., Nissinen, A., Huovinen, P. Erithromycin resistance in group A streptococci. Lancet 1989; i: 1022-1023.
8. Wittler, R.F., Yamada, S.M., Bass, J.W., Hamill, R., Wiebe, R.A., Ascher, D.P. Penicillin tolerance and erithromycin resistance of group A beta haemolytic streptococci in Hawaii and the Philippines. Am J Dis Child 1990; 144: 587-589.
9. Van Asselt, G.J., Sloos, J.H., Mouton, R.P., Van Boven, C.P.A., Van de Klundext, J.A.M. Susceptibility of Streptococcus pyogenes to azithromycin, clarithromycin, erithromycin and roxithromycin in vitro. J Med Microbiol 1995; 43: 386-391.
10. Seppälä, H., Klaukka, T., Lehtonen, P., Nenonen, E. Finnish Study Group for Antimicrobial Resistance, Huovinen, P. Outpatients use of erithromycin: Link to increased erithromycin resistance in group A streptococci. Clin Infect Dis 1995; 21: 1378-1385.
11. Hsueh, P.R., Chen, H.M., Huang, A.H., Wu, J.J. Decreased activity of erithromycin against Streptococcus pyogenes in Taiwan. Antimicrob Agents Chemother 1995; 39: 2239-2242.
12. Stinggemore, H., Francis, G.R.J., Toohey, M., McGechie, D.B. The emergence of erithromycin resistance in Streptococcus pyogenes in Fremantle, Western Australia. Med J Austr 1989; 150: 626-631.
13. Cristiano, L., Bonzi, D., Noris, C., Valota, V., Quaini, M., Marzulli, G. Streptococcus betaemolitici di group A: Rapido incremento di ceppi resistenti all'eritromicina in un'area del nord Italia. Microbiologia Medica 1996; 11: 30-33.
14. Mitsuhashi, S., Imoue, M., Saito, K., Nakae, M. Drug resistance in Streptococcus pyogenes strains isolated in Japan. En: Schlessinger, D. (Ed.). Microbiology. American Society for Microbiology, Washington, DC 1992; 151-154.
15. Maruyama, S., Yoshioka, H., Fojita, V., Takimoto, M., Satake, Y. Sensitivity of group A streptococci to antibiotics. Am J Dis Child 1979; 133: 1143-1145.
16. Seppälä, H., Nissinen, A., Jirvinen, H., Huovinen, S., Henriksson, T., Herva, E. Resistance to erithromycin in group A streptococci. N Engl J Med 1992; 326: 292-297.
17. Comaglia, G., Fontana, R. Macrolide resistant Streptococcus pyogenes in Italy. 20th International Congress of Chemotherapy, Sidney 1997; resumen nº 4307.
18. McGuire, J.M., Bunch, R.L., Anderson, R.C., Boaz, H.E., Flynn, E.H., Powell, H.M., Smith, J.W. "Ilotycin", a new antibiotic. Antibiot Chemother 1952; 2: 281-283.
19. Piscitelli, S.C., Danziger, L.H., Rodvold, K.A. Clarithromycin and azithromycin: New macrolide antibiotics. Clin Pharm 1992; 11: 137-152.
20. Bahal, N., Nahata, M.C. The new macrolide antibiotics: Azithromycin, clarithromycin, dirithromycin and roxithromycin. Ann Pharmacother 1992; 26: 46-55.
21. Hamilton-Miller, J.M.T. In-vitro activities of 14, 15 and 16-membered macrolides againts grampositive cocci. J Antimicrob Chemother 1992; 29: 141-147.
22. Pechère, J.C. The use of macrolide in respitatory tract infection. Int J Antimicrob Agents 1993; 3: S53-S61.
23. Franklin, T.J., Snow, C.A. Biochemistry of antimicrobial action. Chapman and Hall, London 1981; 128.
24. Leclercq, R., Courvalin, P. Resistance to macrolides, azalides and streptogramins. En: Neu, H. (Ed.). The New Macrolides, Azalides and Streptogramins. Marcel Dekker, New York 1993; 33-39.
25. Leclercq, R., Courvalin, P. Intrinsic and unusual resistance to macrolides, lincosamide, and streptogramin antibiotic in bacteria. Antimicrob Agents Chemother 1991; 35: 1273-1276.
26. Oleinick, N.L. The erithromycin. En: Corcoran, J.W., Hahn, F.E. (Eds.). Mechanism of action of antimicrobial and antitumor agents. Springer Verlag, New York 1995; 396.
27. Sutcliffe, J., Tait-Kamradt, A., Wondrack, L. Streptococcus pneumoniae and Streptocopccus pyogenes resistant to macrolides but sensitive to clindamycin: A common resistance pattern mediated by an efflux system. Antimicrob Agents Chemother 1996; 40: 1817-1824.
28. Leclercq, R., Courvalin, P. Bacterial resistance to macrolide, lincosamide and streptogramin antibiotic by target modification. Antimicrob Agents Chemother 1991; 35: 1267-1272.
29. Fernández-Muñoz, F., Monro, R.E., Torres-Pinedo, R., Vásquez, D. Substrate and antibiotic-binding sites at the peptidyl-transferase centre of Escherichia coli ribosomes. Studies on the chloramphenicol, lincomycin and erithromycin sites. Eur J Biochem 1971; 23: 185-193.
30. Arthur, M., Brisson-Noël, A., Courvalin, P. Origin and evolution of genes specifying resistance to macrolide, lincosamide and streptogramin antibiotics: Data and hypotheses. J Antimicrob Chemother 1987; 20: 783-802.
31. Courvalin, P., Caelier, C. Transposable multiple antibiotic resistance in Streptococcus pneumoniae. Mol Gen Genet 1986; 205: 291-297.
32. Jacob, A.E., Hobbs, S.J. Conjugal transfer of plasmid-bome multiple antibiotic resistance in Streptococcus faecalis var zymogenes. J Bacteriol 1974; 117: 360-372.
33. Horodniceanu, T., Le Bouguenec, C., Buu-Hoï, A., Bieth, G. Conjugative transfer of antibiotic resistance markers in beta-haemolytic streptococci in the presence and absence plasmid DNA. En: Schlessienger, D. (Ed.). Microbiology. American Society for Microbiology, Washington DC 1982; 105-108.
34. Horau, T., Le Bouguénec, C., Pepper, K. Molecular genetic of resistance to macrolide, lincosamide and streptogramin B (MLS) in streptococci. J Antimicrob Chemother 1985; 16: 111-135.
35. Hrinouchi, S., Weisblum, B. Post-transcriptional modification of RNA conformation: Mechanism that regulates erithromycin-induced resistance. Proc Natl Acad Sci 1980; 7: 7079-7083.
36. Dubnau, D. Translational attenuation: The regulation of bacterial resistance to the macrolide, lincosamide, streptogramin B antibiotics. Crit Rev Biochem 1984; 16: 103-132.
37. Weisblum, B. Insights into erythomycin action from studies of its activity as inducer of resistance. Antimicrob Agent Chemother 1995; 39: 797-805.
38. Weisblum, B. Inducible resistance to macrolides, lincosamides and streptogramin type B antibiotics: The resistance phenotype, its biological diversity, and structural elements that regulate expression. A review. J Antimicrob Chemother 1985; 16 (Suppl. A): 63-90.
39. Bonnefoy, A., Girard, A.M., Agouridas, C., Chantot, J.F. Ketolides lack inducibility properties of MLSB resistance phenotype. J Antimicrob Chemother 1997; 40: 85-90.
40. Hahn, S., Grandi, G., Gryczan, T., Dubnau, D. Translational attenation of ermC. A deletion analysis. Mol Gen Genet 1982; 186: 204-216.
41. Chabbert, Y.A., Courvalin, P. Synergie des composants des antibiotiques du groupe de la streptogramine. Pathol Biol 1971; 19: 613-619.
42. Fernandes, P.B., Baker, W.F., Freiberg, L.A., Hardy, D.J., McDonald, E.J. New macrolides active against Streptococcus pyogenes with inducible or constitutive type of macrolide-lincosamide-streptogramin B resistance. Antimicrob Agents Chemother 1989; 33: 78-91.
43. Ounissi, H., Courvalin, P. Nucleotide sequence of the gene ereA encoding the erithromycin esterase in Escherichia coli ribosomes: Studies on the chloramphenicol, lincomycin and erithromycin sites. Eur J Biochem 1971; 23: 185-193.
44. O'Hara, K. Purification and characterizacion of macrolide 2'-phosphotransferase from a strain of Escherichia coli that is highly resistant to erythromycin. Antimicrob Agents Chemother 1989; 33: 1354-1357.
45. Clancy, J., Petitpas, J., Dib-Hajj, F., Yuan, W., Cronan, M., Kamath, A.V., Bergeron, J., Retsema, J.A. Molecular cloning and functional analysis of a novel macrolide-resistance determinant, mefA, from Streptococcus pyogenes. Mol Microbiol 1996; 22: 867-879.
46. Jasir, A., Xchalen, C. Survey of macrolide resistance phenotypes in swedish clinical isolates of Streptococcus pyogenes. J Antimicrob Chemother 1998; 41: 135-137.
47. Seppälä, H., Nissinen, A., Yu, Q., Huovinen, P. Three different phenotypes of erithromycin resistant Streptococcus pyogenes in Finland. J Antimicrob Chemother 1993; 32: 885-891.
48. Pichichero, M.I.E. Controversies in the treatment of streptococcal pharyngitis. Am Fam Phys 1990; 42: 1567-1576.
49. Principi, N. Management issues in paediatric pharyngitis and otitis media. Int J Antimicrob Agents 1995; 6: 65-79.
50. Holmström, L., Nyman, B., Rosengren, M., Wallander, S., Ripa, T. Outbreaks of infections with erithromycin-resistant group A streptococci in child-day-care centres. Scand J Infect Dis 1990; 22: 179-185.51. Spencer, R.C., Wheat, P.F., Magee, J.T., Brown, E.H. Erithromycin resistance in streptococci. Lancet 1989; i: 168.
51. Spencer, R.C., Wheat, P.F., Magee, J.T., Brown, E.H. Erithromycin resistance in streptococci. Lancet 1989; i: 168.
52. Bryskier, A.J., Butzler, J.P., Neo, H.C., Tulkens, P.M. Macrolides. Chemistry, pharmacology and clinical uses. Arnett Blackwell, Paris 1993.
53. Gialdroni-Grassi, G. Macrolides in dental infections. En: Bryskier, A.J., Butzler, J.P., Neo, H.C., Tulkens, P.M. (Eds.). Macrolides. Chemistry, pharmacology and clinical uses. Arnett Blackwell, Paris 1993; 617-624.
54. Soll, A.H. Medical treatment of peptic ulcer disease. JAMA 1996; 275: 622-629.
55. Cohen, M.E.L. Epidemiology of drug resistance: Implications for a post- antimicrobial era. Science 1992; 257: 1050-1055.
56. Tempera, G., Furneri, P.M., Nicolosi, V.M., Nicoletti, G. In vitro activity of some macrolides against S. pyogenes. 3rd International Conference on the Macrolide, Azalides and Streptogramins, Lisboa 1996; resumen nº 3.12.
57. Schito, G.C., Pesce, A., Marchese, A. The role of macrolides in Streptococcus pyogenes pharyngitis. J Antimicrob Chemother 1997; 39: 562-565.
58. Stingemore, N., Francis, G.R., Toohey, M., McGerchie, D.B. The emergence of erithromycin resistance in Streptococcus pyogenes in Fremantle, Western Australia. Med J Aust 1989; 150: 626-631.
59. Cipriani, P., Debbia, E.A., Gesu, G.P., Menozzi, M.G., Nani, E., Nicolosi, V. Indagine policentrica AMCLI sull'incidenza di resistenze agli antibiotici in S. pyogenes. Microbiologia Medica 1995; 10: 171-174.
60. Beghi, G., Restelli, A., Scarazatti, M., Scarazatti, E., Lusco, G. Erithromycin resistance in S. pyogenes. Observation during three years. 20th International Congress of Chemotherapy, Sidney 1997; resumen nº 4304.
61. Cocuzza, C., Mattina, R., Blandino, G., Nicoletti, G. Antibiotic susceptibility of group A streptococci in two Italian cities: Milano and Catania. 20th International Congress of Chemotherapy, Sidney 1997; resumen nº 4308.
62. Cocuzza, C.E., Mattina, R., Mazariol, A., Orefici, G., Rescaldini, R., Primavera, A., Bramati, S., Masera, G., Parizzi, F., Comaglia, G., Fontana, R. High incidence of erythromycin-resistant Streptococcus pyogenes in Monza (north Italy) in untreated children with symptoms of acute pharyngotonsillitis: An epidemiological and molecular study. Microb Drug Res 1997; 3: 371-378.
63. Jebelean, C., Watschinger, R., Haditsch, M., Binder, L., Mittermayer, H. Erithromycin resistance of S. pyogenes strains from upper Austria. 20th International Congress of Chemotherapy, Sidney 1997; resumen nº 4306.
64. Barry, A.L., Fuzhs, P.C. Macrolide resistance amoung S. pneumoniae and S. pyogenes isolated from outpatient in the USA. J Antimicrob Chemother 1997; 40: 139-140.
65. Szkaradkiewicz, A., Tulecka, T., Mougiacok, K., Muszy'nski, Z. Resistance of grampositive cocci to selected antibiotic within the last 10 years. 8th European Congress of Clinical Microbiology and Infectious Diseases, Lausanne 1997; resumen nº 1190.
66. Rudensky, B., Isaacson, M., Beck, A., Greenfield, J. Increase in frequency of serious group A streptococcal infections. Israel J Med Sci 1992; 28: 752-753.
67. Colodner, P., Sakran, V., Keness, Y., Raz, R. Streptococcus pyogenes isolated susceptibility to three macrolides in the Jezreel Valley. 8th European Congress of Clinical Microbiology and Infectious Diseases, Lausanne 1997; resumen nº P1166.
68. Pérez-Trallero, E., García-Aranzana, J.M., Urbieta-Egaña, M. Erithromycin resistance in streptococci. Lancet 1989; ii: 444-445.
69. Betriu, C., Sánchez, A., Gómez, M., Cruceyra, A., Picazo, J.J. Antibiotic susceptibility of group A streptococci: A 6-years follow up study. Antimicrob Agents Chemother 1993; 37: 1717-1719.
70. Orden, B., Martínez, F., López de los Mozos, A., Franco, A. Resistencia antibiótica a eritromicina, clindamicina y tetraciclina de 573 cepas de Streptococcus pyogenes (1992-1994). Enferm Infecc Microbiol Clin 1996; 14: 86-89.
71. Echevarría, M.J., Ayarza, R., López de Goicochea, M.J., Gómez, M. Sensibilidad antibiótica de estreptococo betahemolítico grupo A. Enferm Infecc Microbiol Clin 1994; 12: 415.
72. Serra, A., Ramírez, A., Arteaga, E. Susceptibility of Streptococcus pyogenes to common use antimicrobial. 6th European Congress of Clinical Microbiology and Infectious Diseases, Sevilla 1993; resumen nº 10.3.
73. Travis, J. Reviving the antibiotic miracle. Science 1994; 264: 360-362.
74. Jonnes, R.N., Biedenbach, D.J. Antimicrobial activity of RU-66647, a ketolide. Diagn Microbiol Infect Dis 1997; 27: 7-12.
75. Agouridas, C., Collette, P., Mauvais, P., Chantot, J.F. RU 004: Preliminary studies on the mechanism of action. 35th International Conference on Antimicrobial Agents and Chemotherapy, Nueva Orleans 1996; resumen nº F175.
76. Schillin, T., Wennersten, C.B., Moellering, R.C., Etiopoulos, G.M. In-vitro activity of RU 64004, a new ketolide antibiotic, against grampositive bacteria. Antimicrob Agents Chemother 1997; 41: 1196-1202.
77. Fremaux, A., Sissia, G., Chantot, J.F., Geslom, P. Antibacterial activity of the ketolide RU 004 against multirresistant pneumococci. 35th International Conference on Antimicrobial Agents and Chemotherapy, Washinton 1995; resumen nº F160.
78. Ednie, L.M., Spangler, S.K., Jacobs, M.R., Appelbaum, P.C. Susceptibilities of 228 penicillin- and erithromycin-susceptibilities to 16 other agents. Antimicrob Agents Chemother 1997; 41: 1033-1036.